Définitions

Cas confirmé de choléra

• Un cas suspect de V. cholerae O1 ou O139 confirmé par culture ou PCR. 

Pour les pays qui ont la capacité de diagnostic nécessaire et où le choléra n’a jamais été détecté ou a été éradiqué, la souche V. cholerae O1 ou O139 s’avère toxigènique.

Épidémie de choléra

• Une épidémie de choléra est définie par l’apparition d’au moins un cas confirmé de choléra et la preuve d’une transmission locale.

Dans les zones où la transmission du choléra est permanente (toute l’année), les épidémies de choléra sont définies comme une augmentation inattendue (en ampleur ou en temps) des cas suspects, sur deux semaines consécutives, dont certains sont confirmés en laboratoire. Ces augmentations doivent faire l’objet d’une investigation et d’une réponse par des mesures supplémentaires  de lutte contre les épidémies.

Pour plus de définitions, voir Annex 1: Définitions

Confirmation du laboratoire

• Lorsqu’une épidémie de choléra est suspectée et qu’une alerte est déclenchée, prélever des échantillons de selles auprès d’individus symptomatiques et les envoyer au laboratoire de référence pour confirmation microbiologique par culture et/ou PCR et antibiogramme.
• Les TDR actuellement disponibles ne remplacent pas la culture des selles ou la PCR pour confirmer une infection par le choléra (le niveau de spécificité est bas et donc de faux positifs peuvent se produire) ; toutefois, si l’établissement de santé dispose de TDR, donner priorité aux échantillons de patients qui ont été testés positifs au TDR pour la confirmation en laboratoire. 
• Les TDR sont utilisés uniquement comme outil de détection précoce des épidémies, pour déclencher une alerte au choléra, mais ils ne permettent pas de confirmer une épidémie de choléra. Une fois l’épidémie déclarée, les TDR peuvent être utilisés pour le triage des échantillons à envoyer au laboratoire.
• Pour chaque nouvelle zone géographique (district, province ou région) touchée par l’épidémie, procéder à la confirmation en laboratoire de la présence présumée de choléra par culture ou PCR.
   

Nombre d’échantillons requis

• La confirmation en laboratoire par culture ou PCR des premiers cas suspects est essentielle pour confirmer une épidémie de choléra.
• Recueillir des échantillons de selles des premiers cas suspects (5 à 10 cas) et les envoyer au laboratoire pour confirmation.
• Déclarer l’épidémie si la présence de V. cholerae O1 ou O139 est confirmée par culture ou par PCR avec des preuves d’infection survenue localement (excluant les cas importés). Le gouvernement peut déclarer l’épidémie après consultation des agences internationales, des autorités locales et des organisations non gouvernementales (ONG).
• Une fois l’épidémie déclarée, il n’est plus nécessaire de confirmer tous les cas suspects. La définition de cas clinique est suffisante pour surveiller les tendances épidémiologiques. 
• Déterminer les profils de sensibilité aux antimicrobiens des premiers isolements bactériens confirmés par le laboratoire au début de l’épidémie afin de fournir suffisamment d’informations pour guider le traitement antimicrobien. 
• Par la suite, procéder à un échantillonnage périodique de chaque zone touchée pour confirmation et antibiogramme (voir la Section 4 - Surveillance de l’épidémie). 
  • Si des TDR sont disponibles, donner priorité aux échantillons TDR positifs.
• Rappel : la gestion clinique des cas est guidée par le niveau de déshydratation du patient ; la gestion clinique n’exige pas de TDR ou de confirmation en laboratoire.
   

Collecte, stockage et transport d’échantillons pour confirmation par culture et PCR

• L’exactitude et la fiabilité des tests dépendent de la qualité de la collecte, du stockage et du transport des échantillons.
• Recueillir des échantillons fécaux (selles ou écouvillons rectaux) chez des cas suspects dans les quatre premiers jours de la maladie (lorsque les agents pathogènes sont habituellement présents en nombre le plus élevé) et, si possible, avant le début de toute thérapie antimicrobienne. 
• Ne pas retarder la réhydratation des patients pour prendre un échantillon. Les échantillons peuvent être recueillis après le début de la réhydratation.
• Recueillir les échantillons de selles et les conserver dans un milieu de transport Cary-Blair. Le milieu de transport Cary-Blair a une durée de conservation allant jusqu’à un an à compter de la date de fabrication et ne nécessite pas de réfrigération (ni avant utilisation ni après inoculation). Le milieu peut être utilisé tant qu’il ne semble pas séché, contaminé ou décoloré. 
• Suivre les étapes suivantes pour conserver les échantillons dans un milieu de transport Cary-Blair.
  1. Recueillir des échantillons de selles ou des écouvillons rectaux.
     1.  Pour la collecte d’échantillons de selles :
        • Rassembler une petite quantité de selles en insérant dans l’échantillon un écouvillon stérile muni d’une tête en coton ou en polyester et en le faisant tourner.
        • Retirer l’écouvillon et l’examiner pour s’assurer qu’il contient de la matière fécale visible.
     2.  Pour la collecte des écouvillons rectaux : 
        • Humidifier l’écouvillon dans un milieu de transport Cary-Blair stérile.
        • Insérer l’écouvillon 2 à 3 cm au-delà du sphincter rectal et le faire tourner.
  2. Placer immédiatement l’écouvillon dans le milieu de transport, en le poussant au fond du tube.
  3. Casser et jeter la partie supérieure du bâton qui dépasse du tube.
  4. Inscrire le nom ou les initiales du patient, le numéro de l’échantillon, le type d’échantillon et la date de prélèvement à l’extérieur du tube Cary-Blair. 
  5. Envoyer l’échantillon de sorte que le laboratoire le reçoive dans les 7 jours ; il n’est pas nécessaire de réfrigérer l’échantillon.
     1. Si aucun milieu de transport Cary-Blair n’est disponible :
        • Recueillir un échantillon de selles fraîches qui n’a pas été en contact avec du chlore ou un autre agent de désinfection. Placer l’échantillon dans un contenant propre (sans résidu de chlore ou d’agent désinfectant) avec un couvercle hermétique et étanche.
        • Transporter au laboratoire dans les 2 heures à température ambiante. 
     2. Si aucun milieu de transport Cary-Blair n’est disponible et si l’échantillon ne peut pas être transmis au laboratoire dans les 2 heures, utiliser du papier-filtre pour conserver et transporter les échantillons comme suit.
        1.  Pour culture : utiliser du papier-filtre humide.
           • La culture peut être réalisée à partir d’échantillons de selles liquides sur papier-filtre et conservée dans un environnement humide.
           • À l’aide de pinces, tremper un petit disque de papier-filtre dans un échantillon de selles frais qui n’a pas été en contact avec du chlore ou un autre agent de désinfection.
           • Placer l’échantillon dans un microtube à bouchon vissé et ajouter deux ou trois gouttes de serum physiologique pour empêcher l’échantillon de se dessécher. Bien fermer le tube et le conserver à température ambiante. 
        2.  Pour PCR : utiliser du papier-filtre sec.
           • Le papier-filtre sec peut être utilisé pour le transport d’échantillons de selles pour détection spécifique de l’ADN par PCR.
           • Placer une goutte de selle liquide sur du papier-filtre sec et la laisser sécher à l’air.
           • Une fois l’échantillon sec, utiliser une pince pour placer le papier-filtre dans un microtube à bouchon vissé et stocker à température ambiante. Ne pas ajouter de serum physiologique dans le microtube.
     3. Tous les échantillons doivent être envoyés au laboratoire, adressés au responsable du choléra et accompagnés d’un formulaire de demande d’analyse de laboratoire contenant au minimum les informations suivantes᠐ : centre de santé, unité ou centre de traitement du choléra (UTC/CTC) ou hôpital, nom ou initiales, âge et lieu de résidence du patient, date et heure de la collecte, symptômes (ou plan de traitement), résultats du TDR (le cas échéant) et type de test demandé (culture et/ou PCR pour le choléra). 
     4. Pour tous les échantillons :
        • Maintenir les échantillons à température ambiante en tout temps. Ne pas réfrigérer les échantillons, car la réfrigération peut réduire considérablement la population de V. cholerae. 
        • Ne pas laisser sécher les échantillons (à moins de les envoyer sur du papier-filtre sec pour PCR). Ajouter plus de gouttes de serum physiologique, si nécessaire. 
        • Transporter les échantillons dans un contenant correctement marqué et étanche, à température ambiante.
        • Veiller à ce que chaque échantillon et chaque contenant soit correctement identifié et accompagné d’un formulaire de demande d’analyse de laboratoire.
        •  Avant l’envoi, s’assurer que le laboratoire acceptant a les connaissances et la capacité de traiter ce type d’échantillon (par exemple, papier-filtre humide pour culture, papier-filtre sec pour PCR).

Communication des résultats du laboratoire

• Les laboratoires doivent tenir à jour une base de données contenant tous les échantillons reçus et testés ainsi que les résultats des tests.
• Les laboratoires doivent envoyer les résultats immédiatement une fois le test effectué à :
  • l’établissement de santé dans lequel le patient a été admis, avec les informations d’identification disponibles, afin que les résultats puissent être ajoutés au registre et aux dossiers cliniques ; et
  • l’unité de surveillance des autorités sanitaires respectives (au niveau des districts, des provinces et des pays) pour mettre à jour les informations épidémiologiques et le rapport de situation.
• Signaler immédiatement les résultats d’antibiogramme aux antimicrobiens au ministère de la Santé, aux services de soins cliniques et à l’établissement de santé afin d’assurer un traitement antimicrobien approprié. 

Ressources supplémentaires

1. Instructions provisoires sur la surveillance du choléra. Groupe de travail spécial mondial de surveillance et de lutte contre le choléra. Juin 2017. Cliquez ici
2. Note technique provisoire. L’utilisation de tests de diagnostic rapide du choléra. Groupe de travail spécial mondial de surveillance et de lutte contre le choléra.  Novembre 2016. Cliquez ici
3. Guide Technique pour la Surveillance Intégrée de la Maladie et la Riposte (SIMR) dans la Region Africaine. Deuxième édition. 2010. Cliquez ici